細胞外小胞はバイオマーカーとして臨床応用できます。
病気によって、
核酸、タンパク質、脂質、グリカンなど
の物質が変わります。
それらの物質をバイオマーカーとして検出できます。
しかし、課題は
体液の膨大な量の細胞外小胞を含む小胞から
特定の組織、細胞から放出された細胞外小胞
そのサブタイプを識別する事です。
--
また、
細胞外小胞は核酸、タンパク質、薬剤の
輸送媒体としても利用できます。
その中での課題は
〇臨床グレードの質の高い特定の細胞外小胞を
大量に分離すること
〇薬剤などを搭載すること
〇標的組織まで効率的に輸送すること
これらが挙げられています。
さらに
細胞外小胞は遺伝子編集のCRISPRの輸送媒体として
利用できます
--
Killian O’Brien, Koen Breyne(敬称略)らからなる
医療研究グループは細胞外小胞の
潜在的な臨床応用について総括されています(1)。
その内容の一部、追記、考察を
読者の方と情報共有したいと思います。
//バイオマーカー//ーー
細胞外小胞内に含まれるRNAsは
様々な疾患のバイオマーカーとして有効です(2)。
この細胞外小胞は様々な体液に含まれます。
〇血液
〇尿
〇唾液
〇脳脊髄液
〇母乳
これらなどです(3,4)。
--
細胞外小胞内のRNAsをバイオマーカーとして
利用する利点は、胞で包まれているため
体液中に含まれる核酸分解酵素による
分解を防ぐことができることにあります。
また、
細胞外小胞は親細胞の表面リガンドの情報を
引き継いでいるので、それを認識することで
どの細胞から放出された細胞外小胞か
識別する事ができるということです。
--
細胞外小胞内の特異的なRNA種の検出法として
〇Droplet Digital reverse transcription–PCR
これが挙げられています(5)。
--
細胞外小胞内のRNAsは様々な病態に応じて
各バイオタイプで改変が入ります。
例えば、以下です。
-
癌特異的なmRNA。
上皮成長因子受容体の変異を反映したmRNAであり
膠芽腫の患者さんの血液で検出されました(6)。
-
以下の疾患の特異的なmiRNAsが
脳脊髄液により検出されました。
〇膠芽腫(7)
〇アルツハイマー病(8)
〇パーキンソン病(8)
他には
〇乳癌(9)
これらです。
-
筋強直性ジストロフィーを持つ患者さんの
尿からmRNAスプライス変異の量の変化が
認められました(10)。
-
Ⅱ型糖尿病の患者さんの血液の
lncRNAプロファイルは
心臓の機能と相関がありました(11)。
--
現在、細胞外小胞と他の胞内の
変異mRNAsが以下の疾患の診断のバイオマーカー
として(以下のプログラムで)使われています。
〇血液の疾患(12)
(NeoLAB liquid biopsy from NeoGenomics Laboratories)
〇前立腺、肺などの固形癌(13,14)
(ExoDx prostate test from Bio- Techne).
//治療用輸送媒体//--
細胞外小胞を治療用の輸送媒体として使用する
利点はいくつかあります。
〇様々な親細胞を選ぶことができる。
〇輸送物質を脂質膜で守ることができる。
〇表面リガンドを設計できる
〇RNA以外のタンパク質、脂質などの物質を輸送できる。
〇複数の積載物を同時に輸送できる。
これらが挙げられています(1)。
--
しかしながら、
これらの臨床応用は
〇細胞外小胞の異種性
〇特異的かつ精製された細胞外小胞を得るのが困難
これらのことから制限されています。
こうした中で
現在、臨床前試験では
様々な細胞外小胞の混合のなかで行われています(15,16)。
このような制限の中で
細胞外小胞を使ったRNA輸送に関して
臨床試験にすでに入っているものもあります(17)。
--
臨床前の結果では
改変を加えていない間葉系幹細胞由来の
細胞外小胞を静脈注射した結果、
体内に広範に分布し、
肝臓、脳、心臓、腎臓、肺、骨格筋、免疫システム
これらの様々疾患に効果があったことが
示されています(18-20)。
--
細胞外小胞は様々なドナーがあります。
〇間葉系幹細胞(21)
〇赤血球(22)
〇HEK293細胞(23)
〇牛乳(24)
〇人の血液(25)
〇グレープフルーツ(26)
〇ショウガ(25)
これらです。
自然にある物質であるので
臨床応用する際にFDAの厳格なガイドラインを
回避することができます(27)。
--
細胞外小胞は
生産性、封入効率、標的性を上げるために
特異的に設計することができます。
--
臨床前、臨床でテストされる5つのパターンがあります
①ドナー細胞を注入
②改変していない生成された細胞外小胞を注入
③標的性を上げるために改変した細胞外小胞の
中に積載物を入れたものを試験管でテスト
④遺伝子的に改変した親細胞由来の
標的性が向上し、積載物が多く含む細胞外小胞を注入
⑤生体内で改変された細胞外小胞を放出するための
遺伝子的に改変した親細胞を注入
これらです(1)。
つまり、親細胞と細胞外小胞のどちらかを
注入するパターンがあります。
親細胞を入れる場合には、注入後
体内で特定の細胞外小胞が放出されることを狙いとしています。
また、細胞種特異的輸送系統(*)と関連する
標的性を上げるための手法は
直接的な結合による装飾と遺伝子導入によって
親細胞の表面リガンドを変えて
それを細胞外小胞に引き継がせるパターン
両方が考えられます。
上述したコンセプトが以下、様々なケースで
確かめられています。
(*)Cell-type-specific delivery system
--
小脳運動失調のための治療として
RNAsとタンパク質を含む
間葉系幹細胞由来の細胞外小胞が評価されています。
(NCT01649687)
同様に、骨の修復(28)、
目の再生のためにも評価されています(NCT03437759)。
--
miR-124を遺伝子導入した間葉系幹細胞由来の
細胞外小胞は、中枢神経系で豊富に表現される
miRNAを表現します。
それによって標的性が上がります。
また神経前駆細胞の分化と負の相関があります。
それを虚血性脳卒中のケースでテストしています。
(NCT03384433)
--
膵臓癌に対して、変異KRASに作用するmiRNAを
搭載した間葉系幹細胞由来の細胞外小胞が
テストされています(NCT03608631)。
--
huntingtin mRNAに対して
コレステロールと複合体化したsiRNAを
細胞外小胞に積載して遺伝子干渉させ
マウスのモデルでハンチントン病に関連する
タンパク質の量を減らすことに対して有効でした(29)。
--
骨髄間葉系細胞由来の細胞外小胞の表面に
骨を標的としたアパタマーを発現させました。
それによって骨組織を標的化できます。
骨粗しょう症の治療の為、マウスで実験されています(30)。
--
上述したように標的化ペプチドを発現させるために
親細胞に遺伝子導入して改変することができます。
それによって特定組織、細胞への標的性を高めます。
この改変方法を利用した例です。
ディジェンヌ型筋ジストロフィーのマウスモデルで
筋組織を標的化するように設計して
スプライス制御のためのアンチセンスヌクレオチド。
これを積載しました。
これはジストロフィンを標的とします(31)。
他には
マウスのケースで膠芽腫の成長を抑えるために
miRNAが細胞外小胞に多く含まれるように
遺伝子改変した膠芽腫細胞を使用しています(32)。
加えて
HEK293T細胞に神経組織に標的性のあるリガンド形成のため
mRNAを遺伝子導入して、
そこから細胞外小胞の収量を向上させました。
それはエンドソームからの放出のための
表面リガンドも形成した事によって実現しました。
これはマウスのモデルで
パーキンソン病関連神経変性疾患において
皮下注射で効果が確認されました(33)。
--
合成された脂質ナノ粒子や遊離RNA分子治療に対して
細胞外小胞を治療の為の輸送媒体として使う利点は
〇低い免疫原性(34,35)
〇弱毒性(34,35)
〇細胞間、細胞浸透性(36,37)
〇組織障壁浸透性(36,37)
〇効率的な細胞への輸送(42)
〇積載物の保護
これらなどが挙げられています。
従って、オフターゲットを防ぎながら
特定の細胞までの輸送がより重要な
CRISPR Cas9への利用が期待されています。
それは細胞外小胞、
エクソソーム-リポソーム複合体
両方で想定されています(43,38)。
--
また細胞外小胞はワクチンとしての利用も想定されます。
癌の治療においては
樹状細胞由来の細胞外小胞を用いて
癌特異的なペプチドを輸送して
免疫原性の癌抗原を輸送する土台を作ります。
それを患者さんに投与します(39)。
--
新型コロナウィルス感染症mRNAワクチンのように
細胞外小胞のナノ粒子を輸送媒体として
mRNAを樹状細胞まで輸送する手法もあります(40)。
これは新型コロナウィルスなどの
感染症のためのワクチンとして利用できます。
免疫原性が低いならば、
脂質ナノ粒子を使った
現在のmRNAワクチンでアレルギー反応がでる
患者さんに投与できる可能性もあります。
--
癌ワクチンでは
樹状細胞由来の細胞外小胞を癌RNAと溶解物と
共に積載し、癌特異的抗原の豊富な資源を供給します(41)。
もう1つは
癌細胞由来に細胞外小胞を使って
樹状細胞の中で抗癌反応を得るというものです。
その場合、体内で得る場合と
注入前に樹状細胞に事前搭載して
その後、樹状細胞を投入する方法もあります。
--
現在、細胞外小胞の治療応用のために
多くの投資がされています。
アメリカ国立衛生研究所のような機関から
302の助成金があります。
またベンチャーからの助成もあります。
//まとめ//ーー
細胞外小胞はエクソソームを含めたサブクラスの分類
その中での大きさ、積載物の異種性などから
分析、治療の為の製造面、
両方で分離、精製して評価、作製する事が
それぞれ課題としてあります。
内容物のRNAに絞れば、
機能性が明らかではないRNAの破片も含まれ
それらも含めて理解を難しくしています。
臨床前、臨床試験でいくつかの成果が出ていますが、
"Secretomes"としての評価で
例えば、特性の揃ったエクソソームでの
評価ではない可能性があります。
細胞外小胞による治療の目指すところの一つは
特定の組織に精密に輸送する精密医療
あるいは個別化医療であると考えられるので
その上流のナノ粒子の特性を揃える必要性があります。
細胞外小胞に対する上述した精細な追求は
ナノ医療だけではなく、
基礎的な生理学、病理、病態の理解が
非常に幅広く進むことにもつながります。
細胞外小胞が原則的に全ての細胞から放出されているからです。
//細胞種特異的輸送系統の観点//ーー
細胞外小胞を使った標的化技術は
装飾因子に直接的に結合させる場合や
親細胞に遺伝子導入する場合など
幅広く考えられています。
これは脳の疾患であれば
脳に特異的に輸送する事を狙いとしています。
しかし、体内で何が起こっているか?
それが不明瞭な部分もあります。
標的化された細胞外小胞が
本当に効率的に標的組織、細胞まで輸送されているか?
それを
〇透明なゼブラフィッシュでの視覚的な確認
〇標的細胞種特異的な遊離遺伝子操作後の液体生検の確認
〇Organ-on-a-chip
などいくつかの角度で包括的に調べることが
最終的に得られる臨床結果を読み違えないために
重要になると考えられます。
(参考文献)
(1)
Killian O’Brien, Koen Breyne, Stefano Ughetto, Louise C. Laurent & Xandra O. Breakefield
RNA delivery by extracellular vesicles in mammalian cells and its applications
Nature Reviews Molecular Cell Biology volume 21, pages585–606 (2020)
(2)
Das, S. et al. The Extracellular RNA Communication
Consortium: establishing foundational knowledge
and technologies for extracellular RNA research.
Cell https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.03.023
(2019).
(3)
Quinn, J. F. et al. Extracellular RNAs: development as
biomarkers of human disease. J. Extracell. Vesicles
https://doi.org/10.3402/jev.v4.27495 (2015).
(4)
Sadik, N. et al. Extracellular RNAs: a new awareness
of old perspectives. Methods Mol. Biol. https://doi.org/
10.1007/978-1-4939-7652-2_1 (2018).
(5)
Shao, H. et al. New technologies for analysis of
extracellular vesicles. Chem. Rev. https://doi.org/
10.1021/acs.chemrev.7b00534 (2018).
(6)
Skog, J. et al. Glioblastoma microvesicles transport
RNA and proteins that promote tumour growth and
provide diagnostic biomarkers. Nat. Cell Biol.
https://doi.org/10.1038/ncb1800 (2008).
(7)
Akers, J. C. et al. A cerebrospinal fluid microRNA
signature as biomarker for glioblastoma. Oncotarget
https://doi.org/10.18632/oncotarget.18332 (2017).
(8)
Burgos, K. et al. Profiles of extracellular miRNA in
cerebrospinal fluid and serum from patients with
Alzheimer’s and Parkinson’s diseases correlate with
disease status and features of pathology. PLoS One
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0094839
(2014).
(9)
Hannafon, B. N. et al. Plasma exosome microRNAs are
indicative of breast cancer. Breast Cancer Res. https://
doi.org/10.1186/s13058-016-0753- x (2016).
(10)
Antoury, L. et al. Analysis of extracellular mRNA in
human urine reveals splice variant biomarkers of
muscular dystrophies. Nat. Commun. https://doi.org/
10.1038/s41467-018-06206-0 (2018).
(11)
De Gonzalo- Calvo, D. et al. Circulating long- non coding
RNAs as biomarkers of left ventricular diastolic
function and remodelling in patients with well-
controlled type 2 diabetes. Sci. Rep. https://doi.
org/10.1038/srep37354 (2016).
(12)
Giles, F. J. & Albitar, M. Plasma- based testing as a
new paradigm for clinical testing in hematologic
diseases. Expert. Rev. Mol. Diagnostics https://doi.
org/10.1586/14737159.7.5.615 (2007).
(13)
McKiernan, J. et al. A prospective adaptive utility trial
to validate performance of a novel urine exosome gene
expression assay to predict high- grade prostate cancer
in patients with prostate- specific antigen 2–10 ng/ml
at initial biopsy. Eur. Urol. https://doi.org/10.1016/
j.eururo.2018.08.019 (2018).
(14)
Tao, Y. et al. Exploration of serum exosomal LncRNA
TBILA and AGAP2-AS1 as promising biomarkers for
diagnosis of non- small cell lung cancer. Int. J. Biol. Sci.
https://doi.org/10.7150/ijbs.39123 (2020).
(15)
Rohde, E., Pachler, K. & Gimona, M. Manufacturing
and characterization of extracellular vesicles from
umbilical cord–derived mesenchymal stromal cells for
clinical testing. Cytotherapy https://doi.org/10.1016/j.
jcyt.2018.12.006 (2019).
(16)
Witwer, K. W. et al. Defining mesenchymal stromal cell
(MSC)-derived small extracellular vesicles for
therapeutic applications. J. Extracell. Vesicles https://
doi.org/10.1080/20013078.2019.1609206 (2019).
(17)
Wiklander, O. P. B., Brennan, M., Lötvall, J.,
Breakefield, X. O. & Andaloussi, S. E. L. Advances in
therapeutic applications of extracellular vesicles.
Sci. Transl. Med. https://doi.org/10.1126/
scitranslmed.aav8521 (2019).
(18)
Otero- Ortega, L. et al. Exosomes promote restoration
after an experimental animal model of intracerebral
hemorrhage. J. Cereb. Blood Flow. Metab. (2018).
10.1177/0271678X17708917
(19)
Grange, C. et al. Biodistribution of mesenchymal stem
cell- derived extracellular vesicles in a model of acute
kidney injury monitored by optical imaging. Int. J. Mol.
Med. https://doi.org/10.3892/ijmm.2014.1663
(2014).
(20)
Yin, K., Wang, S. & Zhao, R. C. Exosomes from
mesenchymal stem/stromal cells: a new therapeutic
paradigm. Biomarker Res. https://doi.org/10.1186/
s40364-019-0159- x (2019).
(21)
Mendt, M. et al. Generation and testing of clinical-
grade exosomes for pancreatic cancer. JCI Insight
https://doi.org/10.1172/jci.insight.99263 (2018).
(22)
Zhang, D. X., Kiomourtzis, T., Lam, C. K. & Le, M. T. N.
The biology and therapeutic applications of red blood
cell extracellular vesicles. Erythrocyte https://doi.
org/10.5772/intechopen.81758 (2019).
(23)
Zhu, X. et al. Comprehensive toxicity and
immunogenicity studies reveal minimal effects in mice
following sustained dosing of extracellular vesicles
derived from HEK293T cells. J. Extracell. Vesicles
https://doi.org/10.1080/20013078.2017.1324730
(2017).
(24)
Munagala, R., Aqil, F., Jeyabalan, J. & Gupta, R. C.
Bovine milk- derived exosomes for drug delivery.
Cancer Lett. https://doi.org/10.1016/j.canlet.2015.
10.020 (2016).
(25)
Pomatto, M. A. C. et al. Improved loading of plasma-
derived extracellular vesicles to encapsulate antitumor
miRNAs. Mol. Ther. Methods Clin. Dev. https://doi.org/
10.1016/j.omtm.2019.01.001 (2019).
(26)
Wang, Q. et al. Grapefruit- derived nanovectors use an
activated leukocyte trafficking pathway to deliver
therapeutic agents to inflammatory tumor sites.
Cancer Res. https://doi.org/10.1158/0008-5472.
CAN-14-3095 (2015).
(27)
Quesenberry, P. J. et al. Potential functional
applications of extracellular vesicles: a report by the
NIH common fund extracellular RNA communication
consortium. J. Extracell. Vesicles https://doi.
org/10.3402/jev.v4.27575 (2015).
(28)
Granchi, D. et al. Biomarkers of bone healing induced
by a regenerative approach based on expanded bone
marrow–derived mesenchymal stromal cells.
Cytotherapy https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2019.06.002
(2019).
(29)
Didiot, M. C. et al. Exosome- mediated delivery of
hydrophobically modified siRNA for huntingtin mRNA
silencing. Mol. Ther. https://doi.org/10.1038/
mt.2016.126 (2016).
(30)
Luo, Z. W. et al. Aptamer- functionalized exosomes
from bone marrow stromal cells target bone to
promote bone regeneration. Nanoscale https://
doi.org/10.1039/c9nr02791b (2019)
(31)
Gao, X. et al. Anchor peptide captures, targets, and
loads exosomes of diverse origins for diagnostics and
therapy. Sci. Transl. Med. https://doi.org/10.1126/
scitranslmed.aat0195 (2018).
(32)
Bhaskaran, V. et al. The functional synergism of
microRNA clustering provides therapeutically relevant
epigenetic interference in glioblastoma. Nat. Commun.
https://doi.org/10.1038/s41467-019-08390- z
(2019).
(33)
Kojima, R. et al. Designer exosomes produced by
implanted cells intracerebrally deliver therapeutic
cargo for Parkinson’s disease treatment. Nat.
Commun. https://doi.org/10.1038/s41467-018-
03733-8 (2018).
(34)
Zhu, X. et al. Comprehensive toxicity and
immunogenicity studies reveal minimal effects in mice
following sustained dosing of extracellular vesicles
derived from HEK293T cells. J. Extracell. Vesicles
https://doi.org/10.1080/20013078.2017.1324730
(2017).
(35)
Saleh, A. F. et al. Extracellular vesicles induce minimal
hepatotoxicity and immunogenicity. Nanoscale https://
doi.org/10.1039/c8nr08720b (2019).
(36)
Zhang, Q. et al. Transfer of functional cargo in
exomeres. Cell Rep. https://doi.org/10.1016/
j.celrep.2019.01.009 (2019).
(37)
Chen, C. C. et al. Elucidation of exosome migration
across the blood–brain barrier model in vitro.
Cell. Mol. Bioeng. https://doi.org/10.1007/s12195-
016-0458-3 (2016).
(38)
Lin, Y. et al. Exosome–liposome hybrid nanoparticles
deliver CRISPR/Cas9 system in MSCs. Adv. Sci. https://
doi.org/10.1002/advs.201700611 (2018).
(39)
Escudier, B. et al. Vaccination of metastatic melanoma
patients with autologous dendritic cell (DC) derived-
exosomes: results of the first phase 1 clinical trial.
J. Transl. Med. https://doi.org/10.1186/1479-5876-3-
10 (2005).
(40)
Van Craenenbroeck, A. H. et al. Induction of
cytomegalovirus- specific T cell responses in healthy
volunteers and allogeneic stem cell recipients using
vaccination with messenger RNA- transfected dendritic
cells. Transplantation https://doi.org/10.1097/
TP.0000000000000272 (2015).
(41)
Markov, O., Oshchepkova, A. & Mironova, N.
Immunotherapy based on dendritic cell- targeted/-
derived extracellular vesicles — a novel strategy for
enhancement of the anti- tumor immune response.
Front. Pharmacol. https://doi.org/10.3389/fphar.
2019.01152 (2019).
(42)
Heusermann, W. et al. Exosomes surf on filopodia to
enter cells at endocytic hot spots, traffic within
endosomes, and are targeted to the ER. J. Cell Biol.
https://doi.org/10.1083/jcb.201506084 (2016).
(43)
Kim, S. M. et al. Cancer- derived exosomes as a
delivery platform of CRISPR/Cas9 confer cancer cell
tropism- dependent targeting. J. Control. Rel. https://
doi.org/10.1016/j.jconrel.2017.09.013 (2017).
登録:
コメントの投稿 (Atom)

0 コメント:
コメントを投稿