2022年5月19日木曜日

細胞外小胞の標的細胞、細胞質への効率的な輸送

細胞種特異的輸送系統(*)では
どのように様々な標的外の組織、臓器による
取り込みを乗り越えて、標的細胞種、組織種まで
薬剤を含むナノ粒子を効率的に輸送されるか考えます。
(*)Cell-type-specific delivery system。
--
Killian O’Brien, Koen Breyne(敬称略)らは
細胞種特異的輸送系統も含めて
特定の細胞種までどうやって効率的に輸送するか?
特に表面リガンドの付加的装飾について総括されています。
また、標的細胞に到着した後に
エンドソームからの放出も含めて
細胞質までどうやって細胞外小胞積載物を輸送させるか
について総括されています(1)。
--
本日はその内容の一部、追記、考察を
読者の方と共有したいと思います。

//特定の細胞種への効率的な輸送//ーー
細胞外小胞は他のナノ粒子と同様に
生体内では
〇肝臓
〇腎臓
〇肺
〇脾臓
これらの臓器によって取り込まれ、除去されるが
標的細胞まで輸送させる事の壁となります(7-9)。
(但し、エクソソームの生体内寿命は長い
という報告もあります(2-6)。)
腹腔内、血管、皮下からの注入によって
生体内の分布はそれほど劇的には変わらない
とされています(9)。
--
細胞外小胞の生体内安定性を高めるために
〇ポリマーポリエチレングリコール
これで細胞外小胞をコートすることや
〇CD47("Don't eat me"受容体)
これを表面に発現させる事が挙げられています(10,11)。
また、
細胞外小胞への組み込みとして
〇タンパク質
〇ペプチド
〇抗体
〇脂質
〇RNAアパタマー(標的に特異的に結合する分子)(12)
これらの物質が挙げられています。
--
脳へ標的とする輸送において
ラビウィルスの糖たんぱく質からのペプチド。
(脳のアセチルコリン受容体標的)
これを細胞外小胞の
リソソーム関連細胞膜2B。
これに融合させたデザインが検討されています(13)。
しかし、効果は研究ごと異なるとされています。
--
癌組織を上皮成長因子受容体を標的。
このためにナノボディーを表面に発現するように
細胞外小胞をエンジニアリングします。
この方法が挙げられています(14)。
--
組織標的リガンドを
フォスファチジルセリン結合ドメインである
lactadherin。
これが細胞外小胞表面に発現されているので
これと結合させます(15)。
--
細胞外小胞の代表的な表面リガンド
テトラスパニンCD63に結合する
ペプチド、CP05を発見するために
高スループットのスクリーニングが使用できます(16)。
--
細胞外小胞の膜表面に人工的な脂質を組み込みます。
この脂質は特定の組織を標的とする抗体や
ペプチドを引き寄せ、合体します。
これが細胞外小胞の生体内分布に影響を与えます(17)。
--
標的に特異的に結合する分子である
RNAアパタマーが標的化のために注目されています。
-
バクテリオファージΦ29RNAは
以下の物質を取り込むためにエンジニアリングされます。
〇膜標的コレステロール
〇前立腺特異的膜抗原
〇RNAアパタマー
〇上皮成長因子受容体RNAアパタマー
これらです(18)。
このRNAトリマーは自発的に自身を
細胞外小胞の膜に取り込みます。
これらを装飾した細胞外小胞の中に
抗がん作用のあるsiRNAsを封入し、
その小胞を投与した結果、
マウスのケースで癌の成長が抑制されました。
-
癌細胞標的RNAアパタマーは
疎水性ジアシル脂質を複合体化して
細胞外小胞の膜に取り込まれます。
この現象が抗癌剤封入後に起こります(19)。
--
細胞外小胞の機能化を化学的に行います。
〇アパタマー複合アルデヒド
〇膜タンパク質のアミノグループ
これらの化学的な反応です。
それによって
骨髄間質からの細胞外小胞は
骨髄特異的なRNAアパタマーを装飾しました(20)。
--
しかしながら、
上述したような装飾因子は
RNA、タンパク質を分解する酵素を含む体液によって
消化されてしまう可能性があります。
それが標的性を低下させます(21,22)。
--
負に帯電した細胞外小胞を中性化する
ノイラミニターゼで処理した結果
肝臓への向性が下がり、
脳のような他の臓器での取り込みが上がりました(23)。
--
エンジニアグリカンは
細胞外小胞の表面に発現させることができます。
細胞外小胞の認識や取り込みにおいて重要です(24,25)。
--
細胞への取り込みの向上は
陽イオン性脂質(Lipofectamineなど)を
表面に発現させることで可能になります(26)。
〇マクロピノサイトーシス(27)
〇受容体クラスタリング(28)
これらが生じ、取り込みが上がります。

//細胞質への効率的な輸送//ーー
細胞外小胞が細胞内に取り込まれ、
RNAなどが機能性を発揮する細胞質まで輸送されるためには
細胞膜との融合が必要です。
その融合を促すタンパク質は
〇syncytin 1
〇syncytin 2 
〇epithelial fusion failure 1 protein
これらです(29)。
また、ギャップを作り道筋を作る
〇connexin 43
これも存在します(30)。
--
ウィルスは細胞質内に入り込む機能を持ちますが
それを利用します。
〇口内炎ウィルスのウィルスタンパク質
これを組み込むことによって
細胞質への輸送効率が高まります。
しかし、抗原性タンパク質を誘発する
可能性もあります(31-33)。
他には
アデノウィルスやインフルエンザウィルスのように
pHに感受性が高い融合タンパク質を使い、
pHの異なるエンドソーム内で
特異的にエンドソーム膜融合を実現し
細胞質内への輸送効率を高めます(34-36)。
ウィルスの多くは
エンドソーム内での劣化を防ぎ、放出を促すための
穴を形成する毒素を持っています(37-39)。
--
クロロキンを加えることで
エンドソームの膜形状を変化させ、
破れを生じさせることで細胞質内への
細胞外小胞の輸送効率を高める方法もあります(40)。
他には
UNC10217832A分子があります(40)。

//細胞種特異的輸送系統の観点//ーー
細胞種特異的輸送系統では
Surfactomeによって輸送したい標的細胞種のみが
発現している特異的な表面リガンドを見つける
ことを一つの重要な要素としています。
また、その特異的表面リガンドとペアで結合する
物質の探索も課題としてあります。
この物質を合成できるか、
あるいは遺伝子的に作製できるか?
といった問題もあります。
さらにそれを表面に発現させることができるか?
このような課題もあります。
--
上述した結合を通じた付加的装飾に加えて
CAR-T細胞のように細胞内に遺伝子ベクトルを入れて
特異的な表面リガンドをドナー細胞に発現させ
それを細胞外小胞に反映させるという方法も考えられます。
--
特定の細胞種への標的化は
細胞種特異的な表面リガンドを装飾することの
一要因だけでは決まりません。
免疫系などの食作用を防ぐCD47や
大きさ、表面電荷、他の表面リガンドなど
様々な組み合わせ、相乗効果の中で
特異的輸送が達成されると考えられます。

(参考文献)
(1)
Killian O’Brien, Koen Breyne, Stefano Ughetto, Louise C. Laurent & Xandra O. Breakefield
RNA delivery by extracellular vesicles in mammalian cells and its applications
Nature Reviews Molecular Cell Biology volume 21, pages585–606 (2020)
(2)
R. Kalluri, The biology and function of exosomes in cancer.
J. Clin. Invest. 126, 1208 – 1215 (2016). doi: 10.1172/JCI81135;
pmid: 27035812
(3)
C. A. Fitts, N. Ji, Y. Li, C. Tan, Exploiting exosomes in cancer
liquid biopsies and drug delivery. Adv. Healthc. Mater. 8,
e1801268 (2019). doi: 10.1002/adhm.201801268;
pmid: 30663276
(4)
L. Barile, G. Vassalli, Exosomes: Therapy delivery tools and
biomarkers of diseases. Pharmacol. Ther. 174, 63 – 78 (2017).
doi: 10.1016/j.pharmthera.2017.02.020; pmid: 28202367
(5)
S. W. Ferguson, J. Nguyen, Exosomes as therapeutics: The
implications of molecular composition and exosomal
heterogeneity. J. Control. Release 228, 179 – 190 (2016).
doi: 10.1016/j.jconrel.2016.02.037; pmid: 26941033
(6)
W. Liao et al., Exosomes: The next generation of endogenous
nanomaterials for advanced drug delivery and therapy.
Acta Biomater. (2018). pmid: 30597259
(7)
Lai, C. P. et al. Dynamic biodistribution of extracellular 
vesicles in vivo using a multimodal imaging reporter. 
ACS Nano https://doi.org/10.1021/nn404945r 
(2014).
(8)
Gangadaran, P. et al. A new bioluminescent reporter 
system to study the biodistribution of systematically 
injected tumor- derived bioluminescent extracellular 
vesicles in mice. Oncotarget https://doi.org/10.18632/
oncotarget.22493 (2017).
(9)
Wiklander, O. P. B. et al. Extracellular vesicle in vivo 
biodistribution is determined by cell source, route of 
administration and targeting. J. Extracell. Vesicles 
https://doi.org/10.3402/jev.v4.26316 (2015).
(10)
Kooijmans, S. A. A. et al. PEGylated and targeted 
extracellular vesicles display enhanced cell specificity 
and circulation time. J. Control. Rel. https://doi.
org/10.1016/j.jconrel.2016.01.009 (2016).
(11)
Kamerkar, S. et al. Exosomes facilitate therapeutic 
targeting of oncogenic KRAS in pancreatic cancer. 
Nature https://doi.org/10.1038/nature22341 (2017).
(12)
Armstrong, J. P. K., Holme, M. N. & Stevens, M. M. 
Re- engineering extracellular vesicles as smart 
nanoscale therapeutics. ACS Nano https://doi.
org/10.1021/acsnano.6b07607 (2017).
(13)
Alvarez- Erviti, L. et al. Delivery of siRNA to the mouse 
brain by systemic injection of targeted exosomes.  
Nat. Biotechnol. https://doi.org/10.1038/nbt.1807 
(2011).
(14)
Kooijmans, S. A. A. et al. Display of GPI- anchored anti- 
EGFR nanobodies on extracellular vesicles promotes 
tumour cell targeting. J. Extracell. Vesicles https://doi.
org/10.3402/jev.v5.31053 (2016).
(15)
Kooijmans, S. A. A., Gitz- Francois, J. J. J. M., 
Schiffelers, R. M. & Vader, P. Recombinant 
phosphatidylserine- binding nanobodies for targeting 
of extracellular vesicles to tumor cells: a plug- and- play 
approach. Nanoscale https://doi.org/10.1039/
c7nr06966a (2018).
(16)
Gao, X. et al. Anchor peptide captures, targets, and 
loads exosomes of diverse origins for diagnostics and 
therapy. Sci. Transl. Med. https://doi.org/10.1126/
scitranslmed.aat0195 (2018).  
(17)
Antes, T. J. et al. Targeting extracellular vesicles to 
injured tissue using membrane cloaking and surface 
display. J. Nanobiotechnol. https://doi.org/10.1186/
s12951-018-0388-4 (2018).
(18)
Pi, F. et al. Nanoparticle orientation to control RNA 
loading and ligand display on extracellular vesicles for 
cancer regression. Nat. Nanotechnol. https://doi.org/ 
10.1038/s41565-017-0012- z (2018).
(19)
Zou, J. et al. Aptamer- functionalized exosomes: 
elucidating the cellular uptake mechanism and the 
potential for cancer- targeted chemotherapy.  
Anal. Chem. https://doi.org/10.1021/acs.analchem. 
8b05204 (2019)
(20)
Luo, Z. W. et al. Aptamer- functionalized exosomes 
from bone marrow stromal cells target bone to 
promote bone regeneration. Nanoscale https:// 
doi.org/10.1039/c9nr02791b (2019).
(21)
Zaborowski, M. P. et al. Membrane- bound Gaussia 
luciferase as a tool to track shedding of membrane 
proteins from the surface of extracellular vesicles.  
Sci. Rep. https://doi.org/10.1038/s41598-019-
53554- y (2019).
(22)
Rupp, A. K. et al. Loss of EpCAM expression in breast 
cancer derived serum exosomes: role of proteolytic 
cleavage. Gynecol. Oncol. https://doi.org/10.1016/ 
j.ygyno.2011.04.035 (2011).
(23)
Royo, F., Cossío, U., Ruiz De Angulo, A., Llop, J. & 
Falcon- Perez, J. M. Modification of the glycosylation  
of extracellular vesicles alters their biodistribution in 
mice. Nanoscale https://doi.org/10.1039/c8nr03900c 
(2019).
(24)
Williams, C. et al. Assessing the role of surface glycans 
of extracellular vesicles on cellular uptake. Sci. Rep. 
https://doi.org/10.1038/s41598-019-48499-1 
(2019).
(25)
Williams, C. et al. Glycosylation of extracellular 
vesicles: current knowledge, tools and clinical 
perspectives. J. Extracell. Vesicles https://doi.org/ 
10.1080/20013078.2018.1442985 (2018).
(26)
Nakase, I. & Futaki, S. Combined treatment with  
a pH- sensitive fusogenic peptide and cationic lipids 
achieves enhanced cytosolic delivery of exosomes.  
Sci. Rep. https://doi.org/10.1038/srep10112 (2015).
(27)
Nakase, I. et al. Arginine- rich cell- penetrating 
peptide-modified extracellular vesicles for active 
macropinocytosis induction and efficient intracellular 
delivery. Sci. Rep. https://doi.org/10.1038/s41598-
017-02014-6 (2017).
(28)
Nakase, I., Kobayashi, N. B., Takatani- Nakase, T. & 
Yoshida, T. Active macropinocytosis induction by 
stimulation of epidermal growth factor receptor and 
oncogenic Ras expression potentiates cellular uptake 
efficacy of exosomes. Sci. Rep. https://doi.org/ 
10.1038/srep10300 (2015).
(29)
Prada, I. & Meldolesi, J. Binding and fusion of 
extracellular vesicles to the plasma membrane of their 
cell targets. Int. J. Mol. Sci. https://doi.org/10.3390/
ijms17081296 (2016).
(30)
Soares, A. R. et al. Gap junctional protein Cx43 is 
involved in the communication between extracellular 
vesicles and mammalian cells. Sci. Rep. https://doi.
org/10.1038/srep13243 (2015).
(31)
Hoen, E. N., Cremer, T., Gallo, R. C. & Margolis, L. B. 
Extracellular vesicles and viruses: Are they close 
relatives? Proc. Natl Acad. Sci. USA https://doi.org/ 
10.1073/pnas.1605146113 (2016).
(32)
Meyer, C. et al. Pseudotyping exosomes for enhanced 
protein delivery in mammalian cells. Int. J. Nanomed. 
https://doi.org/10.2147/IJN.S133430 (2017).
(33)
van Dongen, H. M., Masoumi, N., Witwer, K. W. & 
Pegtel, D. M. Extracellular vesicles exploit viral entry 
routes for cargo delivery. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 
https://doi.org/10.1128/mmbr.00063-15 (2016).
(34)
Grove, J. & Marsh, M. The cell biology of receptor- 
mediated virus entry. J. Cell Biol. https://doi.
org/10.1083/jcb.201108131 (2011).
(35)
Schnell, J. R. & Chou, J. J. Structure and mechanism 
of the M2 proton channel of influenza A virus. Nature 
https://doi.org/10.1038/nature06531 (2008).
(36)
Montecalvo, A. et al. Mechanism of transfer of 
functional microRNAs between mouse dendritic cells 
via exosomes. Blood https://doi.org/10.1182/blood-
2011-02-338004 (2012).
(37)
 Tweten, R. K. Cholesterol- dependent cytolysins, a 
family of versatile pore- forming toxins. Infect. Immun. 
https://doi.org/10.1128/IAI.73.10.6199-6209.2005 
(2005).
(38)
Jiang, J., Pentelute, B. L., Collier, R. J. & Hong Zhou, Z. 
Atomic structure of anthrax protective antigen pore 
elucidates toxin translocation. Nature https://doi.
org/10.1038/nature14247 (2015).
(39)
Geoffroy, C., Gaillard, J. L., Alouf, J. E. & Berche, P. 
Purification, characterization, and toxicity of the 
sulfhydryl- activated hemolysin listeriolysin O from 
Listeria monocytogenes. Infect. Immun. 55, 
1641–1646 (1987).
(40)
Heath, N. et al. Endosomal escape enhancing 
compounds facilitate functional delivery of 
extracellular vesicle cargo. Nanomedicine https:// 
doi.org/10.2217/nnm-2019-0061 (2019).

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