オルガノイドの医療工学(1)

いつも記事を読んでくださり、ありがとうございます。

基礎研究から臨床までの連携を考える
トランスレーショナル医療では
基礎研究を如何に実際の疾患を持つ方の
治療に役立てるか考えます。
そのためには試験管による
最も基礎的な研究をマウスの生体による研究につなげ
そしてそれから人での治験を小規模から始めます。
しかし、マウスと人では
組織の特徴も異なりますし、
身体の大きさも大きく異なります。
その中で一定の不連続性があります。
つまりマウスでうまくいっても
人で同じような結果が得られるかどうかはわからない
ということです。
また、マウスは意思疎通できませんから
副作用についても人の治験で初めてわかることもあります。
そのような様々な課題が考えられますが、
人への臨床応用を考えるときには
人の細胞で出来た組織を人工的に作って
それで薬剤の疾患への効果を確認することができます。
任意に様々な組織を作ることができれば、
医療研究としては非常に有望です。
特に脳など研究が難しい組織においては
期待が大きいと考えられます。
ーーーーーーーー
Moritz Hofer、 Matthias P. Lutolf(敬称略)ら
スイスの医療研究グループは
オルガノイドを医療工学的な観点も含めて
総括されています(1)。
本日はその内容の一部を読者の方と情報共有
したいと思います。
ーーーーーーーー

//概要//ーーーーーー
--
(展望、期待)
・縮小可能、臓器モデルの簡素化
・組織の成長、疾患のモデル構築
・個別化医療、薬剤スクリーニング、細胞特異的治療
--
(課題)
・自己組織化成長における高い変動性、不安定性、揺らぎ
・実験的、分析的なアクセスが制限される
--
(改善案)
・細胞表面、遺伝子的アプローチ
・組織の成長、形状を時空間で制御できる幹細胞
・マイクロ流体のアプローチ
・チップ状臓器(organs-on-a-chip)
・再現性の改善
ーーーーーー

//幹細胞と組織の3次元化//ーーーーーー
--
幹細胞の理科的な振る舞いの理解によって
複雑な3次元の組織、オルガノイドを作製する技術が
高まっています(3-9)。
--
(幹細胞の特徴)
・違い細胞のタイプに分化できる
・定期的に自身で新しくなる
・増殖するだけではなく、自己組織化する
これらがあります。
-
幹細胞は
体細胞では働きが禁制されている
細胞分裂の回数、細胞の老化に関わるテロメアを
自発的に延ばすテロメアーゼが働くとされています。
(ただし、その活動は強くはありません。)
それによって体細胞よりも老化が緩やかです(10)。
-
--
(幹細胞による3次元化)
・自然の臓器と似た特徴を持つ3次元組織ができる
例えば、たんぱく質分泌、代謝機能、微小組織構造など
従って
チップの上に臓器を作る(Organ-on-a-chip)システム
に良い形で応用する事ができます。
--
(オルガノイドの期待)
・発展的な個別化医療
・次世代の薬剤スクリーニング(選び出し)
・動物実験を減らすこと
--
(各臓器オルガノイドの実績)
・腸(11-17)
・胃(18-24)
・腎臓(25-30)
・肝臓(31-41)
・膵臓(42-46)
・乳腺(47-50)
・前立腺(51-54)
・上下気道(55-62)
・甲状腺(63,64)
・網膜(65-71)
・脳(72-86)
--
(オルガノイドの応用)
・患者さんの病理を再現する
・宿主-微生物、ウィルスの相互作用(新型コロナウィルスなど)
・バイオバンク、薬剤スクリーニング
・組織の成長、恒常性、再生のモデル
(参考文献(1) Fig.1より)
--
(iPS細胞由来オルガノイドの応用)
ES細胞と並んでオルガノイドの細胞源として
iPS細胞が一つの有力な候補です。
-
・移植(iCAR-T細胞治療なども含む)
・薬剤の開発(細胞特異的輸送系統も含む)
・組織の発達の生物学、生理学
・宿主(人)-微生物、ウィルスの相互作用
・患者さんの病理の再現
・病理の理解
(参考文献(1) Fig.2より)
--
ーーーーーー

//組織常在幹細胞ASCs由来のオルガノイド//ーーーーーー
組織の一部には幹細胞があり、
損傷を受けた時の再生など
組織の恒常性の一翼を担っているのが
Tssiue-resident adult stem cell(ASCs)です。
--
(腸の組織)
ASCsの成長経路
・単層として成長
・陰窩(ひだ)様の突起に成長(腸の腺上皮に類似)
これらは
粘膜、生体分子の吸収、分泌、上皮バリア構造など
実際の組織と類似する機能を持ちます(87)。
ーーーーーー

//多能性幹細胞(PSC)由来のオルガノイド//ーーーーーー
--
(脳の組織)
成長経路
・凝集、胚様体を形成
・細胞外マトリックス、たんぱく質に組み込む
・神経上皮構造を自己組織化によって形成(72)。
<課題>
分化の過程が確率的な要素が強いので
安定的に同じオルガノイドを作製することができず
異種性が強い。
<改善策>
神経上皮前駆細胞を選び出すことで
そこから中脳を形成、機能性を上げる事ができました(88,89)。
--
人工多能性幹細胞は上述したように
3次元組織を作る際に
間質を形成する細胞外マトリックス材料である
タンパク質の中に組み込むことをします。
その際、組織としての完成度は
大人の組織に常在する幹細胞よりも高いですが、
一旦組織が出来上がってしまうと
そこから成長させる際には
複雑なプロセスで組織成長させる必要があり
その点において難しさを伴います(8,9)。
ーーーーーー

//オルガノイドの現状//ーーーーーーーー
基礎研究から臨床につなげる
トランスレーショナル医療の一つのアイテムとして
オルガノイドは期待されますが、
薬剤の選定、スクリーニングや
再生医療への応用はまだ普及している段階ではありません(1)。
まだ応用までの道のりは長く、
その経路では多くの課題を解決する必要があります(1)。
ーーーーーーーー

//筆者の一つの期待//ーーーーーー
--
オルガノイドによって
組織の再生の機序の理解が深まれば
現在では難しいとされている様々な治療の
根本的な治療につながります。
例えば、
ダウン症候群、デュシェンヌ型筋ジストロフィーなどの
先天的な遺伝子異常による疾患も
正常な幹細胞からの組織の再生によって
少しずつ組織を発展させていく事ができる可能性があります。
また、人が根本的に抱えている
老化に関わる病気にも光明が差します。
老化細胞を選択的に除去するGLS1阻害剤などが
明らかにされています(2)が、
老化細胞を除去しつつ、質の良い幹細胞の
生体内での自己組織化によって
患部、老化組織を回復させることができれば
癌や生活習慣病など様々な病気に対して
化学、免疫、代謝、放射線、外科治療などに加えて
新たな治療戦略が生まれる可能性があります。
ーーーーーー

//細胞特異的輸送系統の観点//ーーーーーー
--
(オルガノイド医療工学によってもたらされるもの)
様々な細胞、組織を作れることになる事によって
細胞特異的輸送系統で想定している
任意の細胞からなる輸送媒体の選択性
質の向上につながります。
--
(薬理の確認)
任意に設計したナノ粒子、細胞からなる
輸送媒体が標的とする組織にアンカーされるか？
アンカーされたときに
どれくらいの機械的にストレスに耐えられるか？
さらには薬剤開放のスイッチ(pHなど)が
狙い通りに機能するか？
これらの物理的な事も含めた要因を
数字化、可視化できる可能性があります。
ーーーーーー

以上です。

(参考文献)
(1)
Moritz Hofer & Matthias P. Lutolf 
Engineering organoids
Nature Reviews Materials (2021)
(2)
Yoshikazu Johmura, Takehiro Yamanaka, Satotaka Omori, Teh-Wei Wang, Yuki Sugiura, Masaki Matsumoto, Narumi Suzuki, Soichiro Kumamoto, Kiyoshi Yamaguchi, Seira Hatakeyama, Tomoyo Takami, Rui Yamaguchi, Eigo Shimizu, Kazutaka Ikeda, Nobuyuki Okahashi, Ryuta Mikawa, Makoto Suematsu, Makoto Arita, Masataka Sugimoto, Keiichi I. Nakayama, Yoichi Furukawa, Seiya Imoto, and Makoto Nakanishi
Senolysis by glutaminolysis inhibition ameliorates various age-associated disorders
Science  15 Jan 2021:Vol. 371, Issue 6526, pp. 265-270
(3)
Fatehullah, A., Tan, S. H. & Barker, N. 
Organoids as  an in vitro model of human development and disease. 
Nat. Cell Biol. 18, 246–254 (2016).
(4)
Clevers, H. 
Modeling development and disease with organoids. 
Cell 165, 1586–1597 (2016).
(5)
Rossi, G., Manfrin, A. & Lutolf, M. P. 
Progress and potential in organoid research. 
Nat. Rev. Genet. 19, 671–687 (2018).
(6)
Lancaster, M. A. & Knoblich, J. A. 
Organogenesis  in a dish: modeling development and disease using organoid technologies. 
Science 345, 1247125 (2014).
(7)
Lancaster, M. A. & Huch, M. 
Disease modelling in human organoids. 
Dis. Model. Mech. 12, dmm039347 (2019).
(8)
Kim, J., Koo, B. K. & Knoblich, J. A. 
Human organoids: model systems for human biology and medicine.  
Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 21, 571–584 (2020).
(9)
McCauley, H. A. & Wells, J. M. 
Pluripotent stem cell-derived organoids: using principles of developmental biology to grow human tissues in a dish. 
Development 144, 958–962 (2017).
(10)
E Hiyama, and K Hiyama
Telomere and telomerase in stem cells
Br J Cancer. 2007 Apr 10; 96(7): 1020–1024.
(11)
Ootani, A. et al. 
Sustained in vitro intestinal epithelial culture within a Wnt-dependent stem cell niche.  
Nat. Med. 15, 701–706 (2009).
(12)
Sato, T. et al. 
Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. 
Nature 459, 262–265 (2009).  
(13)
Sato, T. et al. 
Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett’s epithelium. 
Gastroenterology 141, 1762–1772 (2011).  
(14) 
Jung, P. et al. 
Isolation and in vitro expansion of human colonic stem cells. 
Nat. Med. 17, 1225–1227 (2011).
(15)
Spence, J. R. et al. 
Directed differentiation of human pluripotent stem cells into intestinal tissue in vitro. 
Nature 470, 105–110 (2011).  
(16)
Workman, M. J. et al. 
Engineered human pluripotent-stem-cell-derived intestinal tissues with a functional enteric nervous system. 
Nat. Med. 23, 49–59 (2017).
(17)
Tsai, Y. H. et al. 
In vitro patterning of pluripotent stem cell-derived intestine recapitulates in vivo human development. 
Development 144, 1045–1055 (2017).
(18)
Barker, N. et al. 
Lgr5 +ve  stem cells drive self-renewal in the stomach and build long-lived gastric units in vitro. 
Cell Stem Cell 6, 25–36 (2010).
(19)
Stange, D. E. et al. 
Differentiated Troy +  chief cells act as reserve stem cells to generate all lineages of the stomach epithelium. 
Cell 155, 357–368 (2013).
(20)
Bartfeld, S. et al. 
In vitro expansion of human gastric epithelial stem cells and their responses to bacterial infection. 
Gastroenterology 148, 126–136.e6 (2015).
(21)
Bertaux-Skeirik, N. et al. 
CD44 plays a functional  role in Helicobacter pylori-induced epithelial cell proliferation. 
PLoS Pathog. 11, e1004663 (2015).
(22)
McCracken, K. W. et al. 
Modelling human development and disease in pluripotent stem-cell-derived gastric organoids. 
Nature 516, 400–404 (2014).
(23)
Noguchi, T. A. K. et al. 
Generation of stomach tissue from mouse embryonic stem cells. 
Nat. Cell Biol. 17, 984–993 (2015).
(24)
McCracken, K. W. et al. 
Wnt/β-catenin promotes gastric fundus specification in mice and humans. 
Nature 541, 182–187 (2017).
(25)
Taguchi, A. et al. 
Redefining the in vivo origin of metanephric nephron progenitors enables generation of complex kidney structures from pluripotent stem cells. 
Cell Stem Cell 14, 53–67 (2014).
(26)
Takasato, M. et al. 
Directing human embryonic stem cell differentiation towards a renal lineage generates  a self-organizing kidney. 
Nat. Cell Biol. 16, 118–126 (2014).
(27)
Takasato, M. et al. 
Kidney organoids from human iPS cells contain multiple lineages and model human nephrogenesis. 
Nature 526, 564–568 (2015).
(28)
Taguchi, A. & Nishinakamura, R. 
Higher-order kidney organogenesis from pluripotent stem cells.  
Cell Stem Cell 21, 730–746.e6 (2017).
(29)
Morizane, R. et al. 
Nephron organoids derived  from human pluripotent stem cells model kidney development and injury. 
Nat. Biotechnol. 33,  1193–1200 (2015).
(30)
Freedman, B. S. et al. 
Modelling kidney disease with CRISPR-mutant kidney organoids derived from human pluripotent epiblast spheroids. 
Nat. Commun. 6, 8715 (2015).
(31)
Huch, M. et al. 
In vitro expansion of single Lgr5 +  liver stem cells induced by Wnt-driven regeneration. 
Nature 494, 247–250 (2013).
(32)
Huch, M. et al. 
Long-term culture of genome-stable bipotent stem cells from adult human liver. 
Cell 160, 299–312 (2015).
(33)
Hu, H. et al. 
Long-term expansion of functional mouse and human hepatocytes as 3D organoids. 
Cell 175, 1591–1606.e19 (2018).
(34)
Peng, W. C. et al. 
Inflammatory cytokine TNFα promotes the long-term expansion of primary hepatocytes in 3D culture. 
Cell 175, 1607–1619.e15 (2018).
(35)
Sampaziotis, F. et al. 
Reconstruction of the mouse extrahepatic biliary tree using primary human extrahepatic cholangiocyte organoids. 
Nat. Med. 23, 954–963 (2017).
(36)
Takebe, T. et al. 
Vascularized and functional human liver from an iPSC-derived organ bud transplant. 
Nature 499, 481–484 (2013).
(37)
Camp, J. G. et al. 
Multilineage communication regulates human liver bud development from pluripotency. 
Nature 546, 533–538 (2017).
(38)
Ang, L. T. et al. 
A roadmap for human liver differentiation from pluripotent stem cells. 
Cell Rep. 22, 2190–2205 (2018).
(39)
Takebe, T. et al. 
Massive and reproducible production of liver buds entirely from human pluripotent stem cells. 
Cell Rep. 21, 2661–2670 (2017).
(40)
Sampaziotis, F. et al. 
Cholangiocytes derived from human induced pluripotent stem cells for disease modeling and drug validation. 
Nat. Biotechnol. 33, 845–852 (2015).
(41)
Ogawa, M. et al. 
Directed differentiation of cholangiocytes from human pluripotent stem cells. 
Nat. Biotechnol. 33, 853–861 (2015).
(42)
Huch, M. et al. 
Unlimited in vitro expansion of adult bi-potent pancreas progenitors through the Lgr5/R-spondin axis. 
EMBO J. 32, 2708–2721 (2013).
(43)
Greggio, C. et al. 
Artificial three-dimensional niches deconstruct pancreas development in vitro. 
Development 140, 4452–4462 (2013).
(44)
Boj, S. F. et al. 
Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. 
Cell 160, 324–338 (2015).
(45)
Huang, L. et al. 
Ductal pancreatic cancer modeling and drug screening using human pluripotent stem  cell- and patient-derived tumor organoids. 
Nat. Med. 21, 1364–1371 (2015).
(46)
Hohwieler, M. et al. 
Human pluripotent stem cell-derived acinar/ductal organoids generate human pancreas upon orthotopic transplantation and allow disease modelling. 
Gut 66, 473–486 (2017).
(47)
Linnemann, J. R. et al. 
Quantification of regenerative potential in primary human mammary epithelial cells. 
Development 142, 3239–3251 (2015).
(48)
Jardé, T. et al. 
Wnt and Neuregulin1/ErbB signalling extends 3D culture of hormone responsive mammary organoids. 
Nat. Commun. 7, 13207 (2016).
(49)
Zhang, L. et al. 
Establishing estrogen-responsive mouse mammary organoids from single Lgr5 +  cells. 
Cell. Signal. 29, 41–51 (2017).
(50)
Jamieson, P. R. et al. 
Derivation of a robust mouse mammary organoid system for studying tissue dynamics. 
Development 144, 1065–1071 (2017).
(51)
Xin, L., Lukacs, R. U., Lawson, D. A., Cheng, D.  & Witte, O. N. 
Self-renewal and multilineage differentiation in vitro from murine prostate stem cells. 
Stem Cell 25, 2760–2769 (2007).
(52)
Karthaus, W. R. et al. 
Identification of multipotent luminal progenitor cells in human prostate organoid cultures. 
Cell 159, 163–175 (2014).
(53)
Höfner, T. et al. 
Defined conditions for the isolation and expansion of basal prostate progenitor cells of mouse and human origin. 
Stem Cell Rep. 4, 503–518 (2015).
(54)
Drost, J. et al. 
Organoid culture systems for prostate epithelial and cancer tissue. 
Nat. Protoc.  11, 347–358 (2016).
(55)
Tadokoro, T. et al. 
IL-6/STAT3 promotes regeneration of airway ciliated cells from basal stem cells. 
Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 3641–3649 (2014).
(56)
Jain, R. et al. 
Plasticity of Hopx +  type I alveolar cells to regenerate type II cells in the lung. 
Nat. Commun. 6, 6727 (2015).
(57)
Nikolic´, M. Z. et al. 
Human embryonic lung epithelial tips are multipotent progenitors that can be expanded in vitro as long-term self-renewing organoids. 
eLife 6, e26575 (2017).
(58)
Sachs, N. et al. 
Long- term expanding human airway organoids for disease modeling. 
EMBO J. 38, e100300 (2019).
(59)
Wong, A. P. et al. 
Directed differentiation of human pluripotent stem cells into mature airway epithelia expressing functional CFTR protein. 
Nat. Biotechnol. 30, 876–882 (2012).
(60)
Dye, B. R. et al. 
In vitro generation of human pluripotent stem cell derived lung organoids. 
eLife 4, e05098 (2015).
(61)
Dye, B. R. et al. 
A bioengineered niche promotes in vivo engraftment and maturation of pluripotent stem cell derived human lung organoids. 
eLife 5, e19732 (2016).
(62)
Chen, Y.-W. et al.
A three-dimensional model of human lung development and disease from pluripotent stem cells. 
Nat. Cell Biol. 19, 542–549 (2017).
(63)
Antonica, F. et al. 
Generation of functional thyroid from embryonic stem cells. 
Nature 491, 66–71 (2012).
(64)
Kurmann, A. A. et al. 
Regeneration of thyroid function by transplantation of differentiated pluripotent stem cells. 
Cell Stem Cell 17, 527–542 (2015).
(65)
Eiraku, M. et al. 
Self-organizing optic-cup morphogenesis in three-dimensional culture. 
Nature 472, 51–58 (2011).  
(66)
Nakano, T. et al. 
Self-formation of optic cups and storable stratified neural retina from human ESCs.  
Cell Stem Cell 10, 771–785 (2012).
(67)
Phillips, M. J. et al. 
Blood-derived human iPS cells generate optic vesicle–like structures with the  capacity to form retinal laminae and develop synapses. 
Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 53, 2007–2019 (2012).
(68)
Reichman, S. et al. 
From confluent human iPS  cells to self-forming neural retina and retinal pigmented epithelium. 
Proc. Natl Acad. Sci. USA  111, 8518–8523 (2014).
(69)
Zhong, X. et al. 
Generation of three-dimensional retinal tissue with functional photoreceptors from human iPSCs. 
Nat. Commun. 5, 4047 (2014).
(70)
Völkner, M. et al. 
Retinal organoids from pluripotent stem cells efficiently recapitulate retinogenesis.  
Stem Cell Rep. 6, 525–538 (2016).
(71)
Capowski, E. E. et al. 
Reproducibility and staging  of 3D human retinal organoids across multiple pluripotent stem cell lines. 
Development 146, dev171686 (2019).
(72)
Lancaster, M. A. et al. 
Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. 
Nature 501, 373–379 (2013).  
(73)
Camp, J. G. et al. 
Human cerebral organoids recapitulate gene expression programs of fetal neocortex development. 
Proc. Natl Acad. Sci. USA 112, 15672–15677 (2015).
(74)
Bagley, J. A., Reumann, D., Bian, S., Lévi-Strauss, J.  & Knoblich, J. A. 
Fused cerebral organoids model interactions between brain regions. 
Nat. Methods 14, 743–751 (2017).
(75)
Birey, F. et al. 
Assembly of functionally integrated human forebrain spheroids. 
Nature 545, 54–59 (2017).
(76)
Xiang, Y. et al. 
Fusion of regionally specified hPSC- derived organoids models human brain development and interneuron migration. 
Cell Stem Cell 21,  383–398.e7 (2017).
(77)
Kadoshima, T. et al. 
Self-organization of axial  polarity, inside-out layer pattern, and species-specific progenitor dynamics in human ES cell-derived neocortex. 
Proc. Natl Acad. Sci. USA 110, 20284–20289 (2013).
(78)
Mariani, J. et al. 
FOXG1-dependent dysregulation  of GABA/glutamate neuron differentiation in autism spectrum disorders. 
Cell 162, 375–390 (2015).
(79)
Sakaguchi, H. et al. 
Generation of functional hippocampal neurons from self-organizing human embryonic stem cell-derived dorsomedial telencephalic tissue. 
Nat. Commun. 6, 8896 (2015).
(80)
Pas˛ca, A. M. et al. 
Functional cortical neurons  and astrocytes from human pluripotent stem  cells in 3D culture. 
Nat. Methods 12, 671–678 (2015).
(81)
Qian, X. et al. 
Brain-region-specific organoids using mini-bioreactors for modeling ZIKV exposure. 
Cell 165, 1238–1254 (2016).
(82)
Jo, J. et al. 
Midbrain-like organoids from human pluripotent stem cells contain functional dopaminergic and neuromelanin-producing neurons. 
Cell Stem Cell 19, 248–257 (2016).
(83)
Muguruma, K., Nishiyama, A., Kawakami, H., Hashimoto, K. & Sasai, Y. 
Self-organization of polarized cerebellar tissue in 3D culture of human pluripotent stem cells. 
Cell Rep. 10, 537–550 (2015).
(84)
Qian, X. et al. 
Generation of human brain region–specific organoids using a miniaturized spinning bioreactor. 
Nat. Protoc. 13, 565–580 (2018).
(85)
Watson, L. M., Wong, M. M. K., Vowles, J.,  Cowley, S. A. & Becker, E. B. E. 
A simplified method  for generating purkinje cells from human-induced pluripotent stem cells. 
Cerebellum 17, 419–427 (2018).
(86)
Eiraku, M. et al. 
Self-organized formation of polarized cortical tissues from ESCs and its active manipulation by extrinsic signals. 
Cell Stem Cell 3, 519–532 (2008).
(87)
Zachos, N. C. et al. 
Human enteroids/colonoids  and intestinal organoids functionally recapitulate normal intestinal physiology and pathophysiology.  
J. Biol. Chem. 291, 3759–3766 (2016).
(88)
Smits, L. M. et al. 
Modeling Parkinson’s disease in midbrain-like organoids. 
NPJ Parkinsons Dis. 5, 5 (2019).
(89)
Monzel, A. S. et al. 
Derivation of human midbrain-specific organoids from neuroepithelial stem cells. 
Stem Cell Rep. 8, 1144–1154 (2017).